CAR T细胞调控新进展：双受体敲除与药物可控开关

研究人员公布了多种工程化策略，以提升CAR T细胞治疗的疗效与安全性，其中包括针对实体瘤的双受体敲除方案，以及可通过药物控制的开关，从而实现对治疗活性的精准调节。

在实体瘤治疗领域的一项突破性进展中，研究人员提出了一种策略：通过在工程化免疫细胞本身内精确敲除前列腺素E2（prostaglandin E2，PGE2）信号通路的双受体，实现对CAR T细胞治疗效力的显著增强。尽管CAR T细胞治疗已革新了部分血液肿瘤的治疗，但其在实体瘤中的应用仍面临重大挑战，原因在于实体瘤形成的敌对性、免疫抑制性肿瘤微环境。PGE2是一种在肿瘤环境中常见的生物活性脂质介质，可通过与免疫细胞上的受体结合来抑制免疫反应，从而有效削弱CAR T细胞的抗肿瘤活性。

该双受体敲除采用了最先进的基因编辑工具进行构建，以确保在CAR T细胞基因组内实现受体缺失的准确性与持久性。完成精确基因编辑后，研究人员进行了严格的功能检测，以确认改造后的CAR T细胞不仅摆脱了PGE2介导的信号传导影响，同时仍保留关键的细胞毒作用与增殖能力。经重编程的免疫细胞对肿瘤微环境中通常存在的免疫抑制力量表现出显著的抵抗力。

在多种以耐受著称的实体瘤临床前模型中，这些改造后的CAR T细胞显示出更强的肿瘤浸润能力，并能在更长时间内维持其抗癌活性。由此带来了肿瘤进展的显著延缓，并在部分情况下出现完全缓解（complete regression），这是传统CAR T疗法中罕见的效果。除疗效提升外，这些受体缺失的CAR T细胞还表现出令人意外的全身性炎症副作用降低，而这类副作用是细胞免疫治疗的常见并发症。

该策略源于对PGE2在肿瘤生物学与免疫逃逸中多重作用的深入理解。通过同时关闭两种不同受体，该方法可更全面地阻断PGE2的免疫抑制信号；若仅针对单一受体，信号可能通过替代途径“绕过”干预。详细的表型分析显示，双受体敲除并未损害与T细胞正常功能及迁移导航相关的关键受体信号通路，从而在体内保持了治疗细胞的适应性与韧性。

进一步的深度分子谱分析揭示，PGE2受体失活会将CAR T细胞的转录组重新校准为更“激活且持久”的状态，其特征包括效应分子上调以及对耗竭（exhaustion）的抵抗；耗竭是一种慢性功能障碍状态，常限制CAR T的疗效。

与此同时，研究人员结合理性设计与基于文库的优化，利用一种源自人类的蛋白–蛋白相互作用（protein–protein interaction，PPI），开发了由venetoclax控制、具备药物调节关断功能的DROP-CAR（drug-regulated off-switch PPI）系统。嵌合抗原受体（chimeric antigen receptor，CAR）T细胞治疗受到“靶向一致但脱靶组织”（on-target, off-tumor）毒性及长期抗原暴露导致的细胞耗竭所限制。DROP-CAR可实现肿瘤靶向scFv的剂量依赖性释放，从而降低T细胞与肿瘤细胞的结合。

目前临床使用的大多数CAR为第二代（2G），其由抗原结合结构域（通常为单链可变片段，single-chain variable fragment，scFv）与铰链区、跨膜区以及一个共刺激受体内结构域和CD3ζ内结构域融合而成。2G-CAR的局限性包括：长期抗原暴露可使工程化T细胞发生耗竭；对健康组织的“靶向一致”反应可导致毒性；而在高抗原密度或高肿瘤负荷下的过度反应可能触发细胞因子释放综合征（cytokine release syndrome，CRS）等不良事件。

通过小分子给药实现对T细胞活性水平远程控制的“开关型”CAR设计（on-switch与off-switch），为在功能与安全之间取得平衡提供了有前景的策略。尽管该领域已取得显著进展，但基于人源结构域（以尽量降低免疫原性）且可响应已获批临床小分子的开关设计仍较为罕见，现有方案也存在局限。

venetoclax控制的DROP-CAR系统通过理性蛋白设计与文库筛选建立，目标是获得一种源自人类、稳定的PPI，并可被已获批的分子venetoclax高效打断。研究人员给出了概念验证：包括由不同小分子控制的双DROP-CAR，以及可实现STAT3信号传导的逻辑门控合成受体。他们展示了DROP-CAR T细胞在体外与体内的功能。

Texas A&M University的研究人员开发了两种用于控制基因表达的新型化学诱导邻近（chemically induced proximity，CIP）系统。团队开发了一种可被咖啡因诱导的系统，可改变癌症特异性信号通路，并在尚未发表的研究中调控CRISPR机制；另一种则是经改造的rapamycin CIP，可将CRISPR激活（CRISPR activation，CRISPRa）关闭，从而有助于降低脱靶效应的风险。

该咖啡因控制系统被命名为CHASER，其构建方式为将一种现有CIP系统“COSMO”插入到纳米抗体LaM8中，使其能够以变构方式响应咖啡因。借助CHASER平台，团队能够在细胞培养中使用咖啡因诱导并改变酪氨酸受体激酶（tyrosine receptor kinases，TRKs）的表达。TRKs是参与细胞信号传导以及肿瘤增殖与转移的关键整合跨膜蛋白。

团队可将CRISPR拆分为两个独立部分，并将每一部分分别连接至对咖啡因响应的模块。当加入咖啡因后，两部分会重新“扣合”在一起，重建完整的CRISPR系统并将其开启。CRISPR仅在咖啡因存在时才会被激活，从而提供了一种简单且可控的基因编辑开关方式。论文报告称，团队甚至在细胞培养中使用稀释的茶、咖啡以及Red Bull来触发CHASER介导的基因激活。

团队还将一种由rapamycin诱导的CIP系统UniRapR改造并重新编程为名为RASER的遗传“关断”开关，同样基于LaM8纳米抗体。CHASER会诱导两种蛋白形成更紧密的构象，而RASER则以一种会破坏蛋白间相互作用的方式将两个结构域拉近。团队在体外使用荧光作为读出指标筛选了一系列RASER纳米抗体候选方案，并最终确定了一个特定设计，使其在细胞模型中导致GFP表达降低近70%。