CAR T세포 제어 기술의 진전: 이중 수용체 녹아웃과 약물 조절 스위치

연구진이 고형암을 겨냥한 이중 수용체 녹아웃 접근과 치료 활성을 정밀하게 조절할 수 있는 약물 제어 스위치를 포함해, CAR T세포 치료의 유효성과 안전성을 높이기 위한 여러 공학적 전략을 공개했다.

고형암 치료에서의 획기적 진전으로, 연구진은 조작된 면역세포 자체에서 prostaglandin E2 (PGE2) 신호를 해당 이중 수용체를 녹아웃(knockout)하는 방식으로 정밀하게 제거해 CAR T세포 치료의 효능을 극적으로 높이는 전략을 개발했다. CAR T세포 치료는 일부 혈액암 치료를 혁신했지만, 고형암에는 종양이 조성하는 적대적이고 면역억제적인 미세환경 때문에 적용에 큰 난관이 있었다. 종양 미세환경에 풍부한 생리활성 지질 매개체인 PGE2는 면역세포 표면의 수용체와 결합해 면역반응을 약화시키며, 결과적으로 CAR T세포의 항종양 활성을 효과적으로 둔화시키는 데 핵심적 역할을 한다.

이중 수용체 녹아웃은 최첨단 유전자 편집 도구를 이용해 CAR T세포 유전체 내에서 수용체 제거의 정확성과 지속성을 모두 확보하도록 설계됐다. 이러한 정밀 유전자 편집 뒤에는, 변형된 CAR T세포가 PGE2 매개 신호로부터 자유로울 뿐 아니라 필수적인 세포독성 기능과 증식 능력을 유지하는지 확인하기 위한 엄격한 기능 분석이 뒤따랐다. 재프로그래밍된 면역세포는 종양 미세환경에 통상 존재하는 면역억제적 압력에 뚜렷한 저항성을 보였다.

악명 높게 치료 저항성이 강한 고형암 전임상 모델에서, 변형된 CAR T세포는 종양 덩어리로 침윤하는 능력이 유의하게 향상됐고 장기간에 걸쳐 항암 활성을 지속했다. 이는 종양 진행의 현저한 지연으로 이어졌으며, 일부에서는 완전 관해에 해당하는 종양의 완전 퇴행이 관찰됐다. 이는 기존 CAR T 치료에서는 드물게 나타나는 효과다. 유효성 개선뿐 아니라, 이러한 수용체 결핍 CAR T세포는 세포 면역치료의 흔한 합병증인 전신성 염증성 부작용도 예상외로 감소하는 양상을 보였다.

이 전략은 종양 생물학과 면역 회피에서 PGE2가 수행하는 다면적 역할에 대한 폭넓은 이해에서 출발한다. 두 가지 서로 다른 수용체를 비활성화함으로써, 단일 수용체 표적 개입을 우회할 수 있는 PGE2의 면역억제 신호를 보다 포괄적으로 차단할 수 있도록 보장한다. 상세한 표현형 분석 결과, 이중 수용체 녹아웃은 정상적인 T세포 기능과 이동에 필요한 핵심 수용체 신호 경로를 손상시키지 않았고, 생체 내에서 치료 세포의 적합성(fitness)과 회복탄력성을 보존했다.

추가적인 심층 분자 프로파일링은 PGE2 수용체를 비활성화하면 CAR T세포 전사체(transcriptome)가 보다 활성화되고 지속적인 상태로 재조정됨을 보여줬다. 이는 효과기 분자의 상향 조절과 탈진(exhaustion)에 대한 저항성으로 특징지어지며, 탈진은 CAR T 효능을 종종 제한하는 만성 기능장애 상태다.

병행 연구에서, 연구진은 인간 유래 단백질–단백질 상호작용(protein–protein interaction, PPI)에 대한 합리적 설계와 라이브러리 기반 최적화를 결합해 venetoclax로 제어되는 약물 조절 오프 스위치 PPI(DROP)-CARs를 개발했다. Chimeric antigen receptor (CAR) T세포 치료는 표적은 맞지만 정상조직에도 작용하는 독성(on-target, off-tumor toxicities)과 만성적 항원 노출로 인한 세포 탈진에 의해 제약을 받는다. DROP-CARs는 종양 표적 scFv의 용량 의존적 방출을 가능하게 하며, 그 결과 종양세포에 대한 T세포 결합을 감소시킨다.

현재 임상에서 사용되는 대부분의 CAR는 2세대(2G)로, 항원 결합 부위(대개 단일사슬 가변 절편(single-chain variable fragment, scFv))가 힌지, 막관통(transmembrane) 영역, 그리고 1개의 공동자극 수용체와 CD3ζ의 세포내 도메인과 융합된 구조로 이뤄진다. 2G-CAR의 한계로는, 만성 항원 노출이 조작된 T세포를 탈진 상태로 만들 수 있다는 점, 건강한 조직에 대한 on-target 반응성으로 독성이 유발될 수 있다는 점, 그리고 항원 밀도 또는 종양 부담이 높을 때 과도한 반응이 cytokine release syndrome (CRS) 같은 이상반응을 촉발할 수 있다는 점이 있다.

소분자 투여로 T세포 활성 수준을 원격으로 제어할 수 있는 온-스위치 및 오프-스위치 CAR 설계는 기능과 안전성의 균형을 맞추기 위한 유망한 전략으로 여겨진다. 이 분야에서 괄목할 만한 진전이 있었지만, (면역원성을 최소화하기 위한) 인간 유래 도메인 기반이면서 임상적으로 승인된 소분자에 반응하는 스위치 설계는 드물고, 기존 설계에도 한계가 있다.

venetoclax-제어 DROP-CAR 시스템은 합리적 단백질 설계와 라이브러리 스크리닝을 통해 개발됐으며, 임상 승인 분자인 venetoclax로 효율적으로 붕괴(disrupt)될 수 있는 안정적인 인간 유래 PPI를 생성했다. 연구진은 서로 다른 소분자로 제어되는 이중 DROP-CAR의 개념증명(proof of concept)과, STAT3 신호를 가능하게 하는 논리 게이트(logic-gated) 합성 수용체에 대한 개념증명도 제시했다. 또한 DROP-CAR T세포의 in vitro 및 in vivo 기능을 입증했다.

Texas A&M University 연구진은 유전자 발현을 제어하기 위한 두 가지 새로운 chemically induced proximity (CIP) 시스템을 개발했다. 이 팀은 암 특이적 신호전달 경로를 변화시킬 수 있고, 미공개 연구에서는 CRISPR 기구를 조절할 수 있는 카페인 유도 시스템을 개발했다. 다른 하나는 CRISPR 활성화(CRISPRa)를 꺼(off)서 오프타깃 효과 가능성을 줄이는 데 도움을 줄 수 있는 변형 rapamycin CIP다.

카페인 제어 시스템은 CHASER로 명명됐으며, 기존 CIP 시스템인 "COSMO"를 nanobody LaM8에 삽입해 카페인에 대해 알로스테릭(allosteric)으로 반응하도록 만들었다. CHASER 플랫폼을 이용해 연구진은 세포배양에서 카페인으로 tyrosine receptor kinases (TRKs)의 발현을 유도하고 변화시킬 수 있었다. TRKs는 세포 신호전달 및 종양 증식과 전이에 관여하는 핵심 막관통 단백질이다.

이 팀은 CRISPR를 두 개의 분리된 조각으로 나누고, 각 조각을 카페인 반응성 모듈에 결합할 수 있다. 카페인을 추가하면 두 부분이 다시 맞물려 완전한 CRISPR 시스템이 재구성되며 활성화된다. 카페인이 존재할 때만 CRISPR가 활성화되므로, 유전자 편집을 켜고 끄는 단순하고 제어 가능한 방법을 제공한다. 논문은 세포배양에서 희석한 차, 커피, Red Bull까지 사용해 CHASER 매개 유전자 활성화를 유도했다고 보고했다.

연구진은 또한 UniRapR로 불리는 rapamycin 유도 CIP를 LaM8 nanobody 기반의 유전적 '오프' 스위치인 RASER로 변환하고 재프로그래밍했다. CHASER가 두 단백질의 더 조밀한 형태(conformation)를 유도하는 반면, RASER는 두 도메인을 결합시키는 방식이 단백질 간 상호작용을 방해하도록 설계됐다. 연구진은 형광을 판독값으로 사용해 다양한 RASER nanobody 후보를 in vitro에서 스크리닝했고, 세포 모델에서 GFP 발현이 거의 70% 낮아지는 결과를 이끈 특정 설계를 최종 선택했다.